Caracterización eco-epidemiológica de un brote de leishmaniasis visceral en el corregimiento Sabanas de la Negra, municipio de Sampués, Sucre

• Main Author: Guzmán Vásquez, Daniel Alberto
• Format: Bachelor Thesis
• Language: Spanish
• Published: Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia 2020
• Subjects: Leishmaniasis Visceral; Sampués; Sucre; Leishmania infantum; Bradypus variegatus; Didelphis marsupialis; Zygodontomys brevicauda; Rattus rattus; Canis familiaris; Equus asinus; Bos indicus; Lutzomyia evansi; Lutzomyia panamensis; Lutzomyia cayennensis cayennensis; Lutzomyia gomezi; Lutzomyia dubitans; Lutzomyia rangeliana; Visceral Leishmaniasis; Cadena; De la Fuente
• Online Access: https://repositorio.unicordoba.edu.co/handle/ucordoba/3242

La leishmaniasis en Colombia es considerada un problema de Salud Pública, con un promedio anual de 8.700 casos informados (2016-2018). En la Costa Caribe de Colombia se encuentra el segundo macrofoco de leishmaniasis visceral (LV) más importante del país, y dentro de esta región, el departamento de Sucre, ocupó el segundo lugar en número de casos de esta enfermedad en el periodo 2008 a 2019; aunque se tiene una visión global de los actores que participan en el mantenimiento del ciclo epidemiológico de la leishmaniasis en el macrofoco, sus determinantes epidemiológicos varían en cada microfoco, lo que motivó el interés por conocer la identidad de los parásitos, vectores y reservorios asociados a un nuevo brote de leishmaniasis visceral registrado en el 2016 en el corregimiento Sabanas de la Negra, en el municipio de Sampués, Sucre. Los flebotomíneos se capturaron con trampas de luz emitida por diodos tipo Unisucre, estos fueron identificados taxonómicamente y se les extrajo el ADN para hacer la detección de parásitos del género Leishmania mediante PCR del minicírculo, además, a los flebotomíneos con ingesta sanguínea se les determinó la frecuencia de uso de vertebrados como fuentes de sangre, mediante la amplificación diferencial del gen citocromo b (Cyt b) por PCR Múltiple. Los vertebrados silvestres (roedores, zarigüeyas, perezosos) fueron capturados con trampas Sherman, Tomahawk y búsqueda directa; los animales domésticos (caninos, equinos, bovinos) fueron capturados con ayuda de sus dueños, previo consentimiento informado. A cada animal se le tomó una muestra de sangre, para detección de anticuerpos contra Leishmania spp., mediante inmunofluorescencia indirecta (IFI) y para la detección del ADN de los parásitos, que posteriormente fueron identificados con base en la secuencia de los amplicones de la región conservada del minicírculo. La determinación de la fuente sanguinea en flebotomineos alimentados, detectó en Lu. evansi material genético de Bos taurus en un 57.14 % (4/7) y de Capro hircus en un 14.28% (1/7); paralelamente, en el 28.57% (2/7) de Lu. evansi se identificó ingesta mixta: 14.28% (1/7) Bos taurus con canis familiaris y 14.28% (1/7) de B. taurus con C. hircus; del mismo modo, en Lu. gomezi fue detectado el uso de B. taurus (1/1) como fuente de alimento. Por otro lado, a partir de los ensayos serológicos (IFI) se obtuvo una sero-positividad del 50% (n:2/4) en caninos, del 50% (2/4) en equinos y del 9.09% (1/9) en roedores. A partir de los análisis filogenéticos se determinó que Leishmania infantum es la especie infectante en los flebotomíneos y mamíferos, con una frecuencia mínima de infección de 3.2% (n:5/158) en Lutzomyia evansi, 22.7% (n:5/22) en Lu. panamensis, 21.4% (n:3/14) en Lu. cayennensis cayennensis, 66.6% (n:4/6) en Lu. gomezi, y en Lu. dubitans y en Lu. rangeliana se encontró un individuo infectado (n:1/2) de forma similar; la prevalencia de infección en roedores fue de 18,2% (n: 2/11), en zarigüeyas 22,2% (n:2/9), en caninos, equinos y bovinos fue del 50% (2/4) en cada uno y del 100% (2/2) en osos perezosos. Estos resultados son concordantes con los registros e historiales epidemiológicos que presentan los flebtomíneos y vertebrados como vectores y reservorios de Leishmania spp., en el país y con base en ésto se generó la evidencia necesaria para concluir que en el brote estudiado de LV, existió un ciclo de transmisión doméstico rural, que involucra a Lu. evansi, Lu. panamensis y Lu. gomezi como potenciales vectores, y a mamiferos domésticos, sinantrópicos y silvestres que actuarían como potenciales reservorios, por tanto, se recomienda desarrollar programas de educación, prevención y control de la enfermedad para evitar que este brote se convierta en un nuevo foco de la enfermedad. LISTA DE FIGURAS vii LISTA DE TABLAS viii RESUMEN ix ABSTRACT xi INTRODUCCIÓN .1 MARCO TEÓRICO.4 2.1. Leishmaniasis en el mundo y en Colombia.4 2.2. Agente etiológico de la leishmaniasis.6 2.3. Taxonomía de parásitos del género Leishmania.8 2.4. Vectores de leishmaniasis.13 2.5. Reservorios de Leishmania spp.14 2.6. Fuentes de ingesta de flebotomíneos .16 ANTECEDENTES.17 OBJETIVOS.20 4.1. General.20 4.2. Específicos.20 METODOLOGÍA.21 5.1. Área de estudio.21 5.2. Tipo de estudio.22 5.3. Determinación de la diversidad y actividad nocturna de los flebotomíneos.23 5.3.1. Captura de flebotomíneos.23 5.3.2. Determinación taxonómica de flebotomíneos.24 5.4. Determinación de la frecuencia de uso de animales vertebrados como fuentes de ingesta sanguínea para los flebotomíneos.25 5.4.1. Extracción de ADN a partir de muestras de flebotomíneos.25 5.4.2. PCR múltiple del gen Cyt B para la identificación de las fuentes de ingesta de los insectos flebotomíneos del género Lutzomyia.26 5.5. Determinación de la prevalencia de anticuerpos frente a Leishmania spp. en animales domésticos, sinantrópicos y silvestres.27 5.5.1. Captura de animales domésticos y recolección de muestras.27 5.5.2. Trampeo y manejo de roedores.28 5.5.3. Obtención de sangre de los roedores capturados.28 5.5.4. Captura de animales silvestres y recolección de muestras.29 5.5.5. Detección de anticuerpos IgG contra Leishmania spp. por inmunofluorescencia indirecta (IFI).29 5.6. Identificación genética las especies de parásitos tripanosomatídeos a partir de muestra sanguínea de mamíferos y flebotomíneos no ingurgitados.31 5.6.1. Amplificación de la región conservada del minicirculo del kinetoplasto de los parásitos tripanosomatídeos mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).31 5.6.2. Electroforesis de ADN en gel de agarosa.32 5.6.3. Caracterización genetica de los parásitos tripanosomátideos mediante secuenciación y análisis filogenético de la región conservada de los minicírculo del Kinetoplasto.32 5.7. Estimación de frecuencia de infección con Leishmania spp. en vertebrados y flebotomíneos. .33 RESULTADOS.34 6.1. Determinación de la diversidad y la actividad nocturna de los flebotomíneos del género Lutzomyia, asociados a la aparición del primer brote de leishmaniasis visceral en Sabanas de La Negra, área rural del municipio de Sampués.34 6.1.1. Diversidad de los flebotomíneos del género Lutzomyia.35 6.1.2. Determinación de la actividad nocturna de los flebotomíneos del género Lutzomyia.37 6.2. Determinación de la frecuencia de uso de vertebrados como fuentes de ingesta sanguínea para los flebotomíneos.40 6.3. Determinación de la prevalencia de anticuerpos frente a Leishmania spp. en animales domésticos, sinantrópicos y silvestres.41 6.3.1. Detección de anticuerpos IgG contra Leishmania spp. por inmunofluorescencia indirecta (IFI).42 6.4. Identificación genética las especies de parásitos tripanosomatídeos a partir de muestra sanguínea de mamíferos y flebotomíneos no ingurgitados.44 6.4.1. Amplificación de la región conservada del minicirculo del kinetoplasto de los parásitos tripanosomatídeos mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).44 6.4.2. Caracterización genética de los parásitos tripanosomatídeos mediante secuenciación y análisis filogenético de la región conservada de los minicírculo del Kinetoplasto. .46 6.5. Estimación de frecuencia de infección con Leishmania spp. en vertebrados y flebotomíneos.49 DISCUSIÓN.51 CONCLUSIONES.66 RECOMENDACIÓN.67 REFERENCIAS.68 ANEXOS.89 Maestría Magíster en Microbiología Tropical